Microscope confocal Olympus Fluoview FV300

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Local : B-301
Support technique : Monique Vasseur
mode d’emploi
Feuille de route

  • Microscope confocal (Point Scanner), inversé IX71-FV
  • Lasers avec AOTF (intensité réglable pour chaque ROI)
  • FRAP multi-régions et de forme libre définissable
  • FRET CFP/YFP, DIC
  • 2 PMT pour la fluorescence, 1 PMT en transmise, 12 bit
  • Images jusqu’à 2048×2048 pixels
  • Imagerie 5D (XYZTC) pour 2 couleurs (for 2 channels)
  • Changement des filtres et dichroïques manuellement
  • Moteur Z, mais platine (XY) manuelle
Applications
  • Microscopie confocale point par point (voir les applications du modèle FV300)
  • Différentes possibilités de scan: zoom, rotation du champ, ligne (droite ou libre), un point en Z ou dans le temps
  • Imagerie multidimensionnelle 5D pour 2 couleurs en simultané ou en séquentiel (manuel dès que plus de 2 couleurs)
  • FRET, FRAP multi-région et de forme définissable, avec possibilité de varier l’intensité d’excitation d’une ROI à l’autre
  • Fond clair et DIC

Objectifs
  • 20x/0,50, U Plan Fl, DIC, couvre-objet de 0,17 mm;
  • 40x/0,75, U Plan Fl, DIC, couvre-objet de 0,17 mm;
  • 60x/1,40, Plan Apochromat BFP1 C2, DIC, 0,17 mm,  immersion à l’huile
  • Possibilité de zoom optique de 1x à 10x

Sources lumineuses
  • Lasers pour la microscopie confocale et les images en lumière transmise:
    • 458, 488,514 nm  35 mW   (laser Argon multi-lignes)
    • 543 nm                  1,5 mW   (laser Helium-Neon)
    • 633 nm                   12 mW   (laser Helium-Neon)

NB: il est impossible de voir du DAPI sur ce microscope (pas de laser UV)

  • Lampe au mercure (lampe à arc de 120 W) pour l’épifluorescence aux oculaires
  • Lampe halogène avec fibre optique pour la lumière transmise

Détecteurs
  • Tubes photomultiplicateurs (PMTs) 12 bit: 256×256 à 2048×2048 pixels, 4 fps à 512×512
    • 2 PMT pour la fluorescence
    • 1 PMT pour la lumière transmise
    • Vitesse d’intégration réglable (Fast to Slow Scan speeds)

Filtres
  • Filtres à l’émission (tirettes à déplacement manuel) pour la microscopie confocale :
    • CFP: BP 488/15
    • GFP: LP 510
    • GFP: BP 515/20
    • YFP: BP 550/30
    • RFP: BP 603/55
    • CY5: LP 660
  • Miroirs Dichroïques pour la microscopie confocale (2 tirettes à 3 positions chacune)
    • SDM 570/630 :
      • Miroir (enfoncé) : toute l’émission se rend au PMT 1 seulement
      • 570 (au milieu) : l’émission est séparée ainsi : < 570 nm au PMT1, et > 570 nm au PMT2
      • 630 (tiré) : l’émission est séparée ainsi : < 630 nm au PMT1, et > 630 nm au PMT2
    • DM 515 :
      • Miroir (enfoncé) : toute l’émission se rend au PMT 1 seulement
      • 515 (au milieu) : l’émission est séparée ainsi : < 515 nm au PMT1, et > 515 nm au PMT2
      • vide (tiré) : toute l’émission se rend au PMT 2 seulement
  • Cubes de filtres pour observation aux oculaires (avec la lampe au mercure) Tourelle à 6 positions :
    • 1: vide, pour observer en fond clair ou pour imager en microscopie confocale
    • 2: Analyseur pour observer en DIC aux oculaires
    • 3 : FITC (Carsen Group U-N41001) : BP HQ 480/40x; Q LP 505; HQ 535/50m
    • 4: TRITC (Carsen Group U-N41002): BP HQ 535/50x; Q LP 565; HQ 610/75m
    • 5: Cy5 (Carsen Group U-N41008):  BP HQ 620/60x; Q LP 660; HQ 700/75m
    • 6: CFP (Carsen Group U-N31044v2):  BP 426/20x; DC LP 455; BP 480/40m
  • Prisme de Wollaston (tirette à 2 positions):
    • Normal (tiré) : DIC pour les objectifs 20x et 40x
    • BFP1 (enfoncé) : DIC pour l’objectif 60x

Précision de la platine et du moteur Z
  • Platine XY manuelle
  • Moteur Z

Incubation et perfusion
  • L’incubation entre 20-50oC est possible en utilisant la chambre de perfusion FCS2 de Bioptechs (chambre formée entre 2 lamelles de 40 mm diam.). Le chauffe-objectif est nécessaire si la chambre FCS2 est utilisée avec un objectif à immersion.

Contenants et porte-échantillon compatibles avec la platine
  • Lame histologique
  • Pétri de 35 mm de diamètre avec fond en lamelle de verre de 0,17 mm
  • Chambre FCS2 de Bioptechs

Logiciel
  • Fluoview d’Olympus (version originale 4.3)

Accessoires
  • Chambre environnementale FCS2 de Bioptechs (FCS2 : Focht Live-Cell Chamber System)
    • Chambre de perfusion fermée compatible avec le DIC, la fluorescence et les objectifs à immersion
    • Micro-perfusion par un système de Microaqueduct: 0,2 – 180 ml/h
    • Échange complet du milieu possible par la pompe péristaltique  en 1 sec. (max.)
    • Contrôle de la température de la chambre : ambiante – 50oC +/-0,1oC
    • Volume de la chambre : 6,6 – 706 µl selon l’épaisseur du joint de montage (50 – 1000 µm)
    • Champ visuel : 22 mm de diamètre
    • Nécessite culture sur lamelle de 40 mm de diamètre et 0,17 mm d’épaisseur
    • Chauffe-objectif compatible avec les objectifs de 26 à 35 mm de diamètre (100x à immersion)
    • Incubateur Boekel: mini-étuve portative pour garder le milieu de perfusion à la bonne température

Support technique
  • Monique Vasseur, responsable de la plateforme de microscopie photonique