Microscope Nikon Eclipse TE2000E

NikonTE2000E

Local : D-509
Support technique : Monique Vasseur et Nicolas Stifani
Mode d’emploi

  • Microscope à épifluorescence plein champ, inversé
  • Fond clair et contraste de phase
  • Moteur Z et platine motorisée
  • Roues de filtres (excitation et émission)
  • Mise au point automatique (PFS et algorithme de NIS)
  • Incubateur (32-42°C) opaque à la lumière
  • Chambre LiveCell avec CO2
  • Micromanipulation et femto-injection possibles
  • Imagerie 6D (XYZTC et multipoint)
  • Caméras CCD, 14 et 16 bit
Applications
  • Microscopie de cellules vivantes (Live cell) avec température et CO2 à haute résolution (10x à 100x)
  • Imagerie multidimensionnelle 6D de longue durée
  • Épifluorescence plein champ (lampe métal-halide)
  • Luminescence (capture directe sous le microscope), BRET
  • Fond clair et contraste de phase (pas de DIC)

Objectifs
  • 10x/0,30 Plan Fluor, Ph1 DL; 1,20 mm; WD 15,20 mm
  • 20x/0,45 Plan Fluor, Ph1 ADL ELWD avec bague correctrice 2-2,0 mm; WD 7,40 mm
  • 40x/0,60 Plan Fluor, Ph2 ADL ELWD avec une bague correctrice 0-2,0 mm; WD 3,7-2,7 mm
  • 40x/0,90 S Fluor; DIC M/N2 avec une bague correctrice 0,11-0,23 mm; WD 0,30 mm
  • 40x/0,95 Plan Apo; DIC M/N2 avec une bague correctrice 0,11-0,23 mm; WD 0,14 mm
  • 60x/0,70 Plan Fluor, DIC M/N2 ELWD avec bague correctrice 050-1,50 mm; WD 2,1-1,5 mm
  • 60x/1,40 Plan Apo, Ph3 DM, 0,17 mm; WD 0,21 mm; immersion à l’huile; compatible avec Perfect Focus et l’épifluorescence
  • 60x/1,40 Plan Apo, VC DIC N2, 0,17 mm; WD 0,13 mm; immersion à l’huile
  • 100x/1,45 Plan Apo lambda OFN25 DIC N2; 0,17 mm; WD 0,13 mm; immersion à l’huile

Tableau des objectifs

Sources lumineuses
    • X-Cite 120 (lampe métal-halide de 120 watts) pour l’épifluorescence
      • Délai de réchauffement optimal pour quantification : 30 min.
      • Stabilité de l’intensité sur longue durée (s-h) : +/- 1,5%
      • Stabilité de l’intensité courte durée (ms) : pulsation à chaque 3 ms
      • Réglage de l’intensité de la lampe par 5 filtres de densité neutre
    • Lampe halogène pour la lumière transmise

Détecteurs
      • Caméra CCD 14 bit, CoolSnap HQ2 de Photometrics : 1392×1040 pixels de 6,45 µm chacun, 11 fps
        • Refroidie à -30°C, bruit d’intégration (Readout noise) de 4,5 e- @ 10 MHz et 5,5 e- @ 20 MHz

Sur demande (non installées) :

      • Possibilité d’ajouter une caméra sur la sortie frontale et une autre sur la sortie sous le microscope
      • Caméra CCD 16 bit, faible bruit, Pixis 1024B de Princeton : 1024×1024 pixels de 13 µm chacun; 0,1 fps
        • Temps d’exposition minimum : 600 ms
        • Temps d’intégration minimum : 10 secondes ( ~ délai avant de voir une image à l’écran)
        • Refroidie à -70°C, bruit d’intégration (Readout noise) de 3,6 e- @ 0,10 MHz et 9 e- @ 2 MHz

Filtres
      • Cubes de filtres (tourelle motorisée à 6 positions) :
        • DAPI (Chroma 31000v2): BP AT350/50x BS DCLP400 BP D460/50m
        • CFP (Chroma 49001 ET): BP ET436/20x BS TLP455 BP ET480/40m
        • GFP (Chroma 41001 HQ): BP HQ480/40x BS QLP505 BP HQ535/50m
        • YFP (Chroma 49003 ET): BP ET500/20x BS TLP515 BP ET535/30m
        • Cy3.0 (Chroma SP102v1): BP HQ546/11x BS QLP557 BP HQ567/15m
        • Cy3.5 (Chroma SP103v2): BP HQ581/10x BS QLP593 BP HQ617/40m
        • mCherry (Chroma 49008 ET): BP ET560/40x BS TLPxr585 BP ET630/75m
        • Cy5.0 (Chroma 49006 ET): BP ET620/60x BS TLPxr660 BP ET700/75m
        • Cy5.5 (Chroma 41022): BP HQ665/45x BS QLP695 BP HQ725/50m
      • Cubes de miroirs polychroïques (à utiliser avec les roues de filtres):
        • DAPI/FITC/TRITC : Réflexion : SP 410 + BP 433/10 + BP 484/32 + BP 557/30
          Transmission : BP 419/18 + BP 453/30 + BP 521/42 + BP 611/78
        • CFP/YFP/CY5: : Réflexion : BP 433/33 + BP 506/32 + BP 620/53
          Transmission : BP 469/42 + BP 558/72 + LP 647
        • CFP/YFP/mCherry: : Réflexion : SP 453 + BP 500/33 + BP 576/37 + LP 668
          Transmission : BP 469/31 + BP 538/41 + BP 633/73
      • Roue de filtres à l’excitation (8 positions de 32 mm) :
        • DAPI (Chroma 86013v2) : BP D350/50
        • CFP (Chroma 86008v2) : BP S430/25
        • FITC (Chroma 86013v2): BP S484/15
        • YFP (Semrock FF01-500/24-32): BP 500/24
        • TRITC (Chroma 86013v2): BP S555/25
        • mCherry (Chroma ET 236404): BP ET572/35
        • CY5 (Chroma 86008v2): BP S622/36
      • Roue de filtres à l’émission (10 positions de 25 mm) :
        • DAPI (Chroma 86013v2) : BP S457/17
        • CFP (Chroma 86008v2) : BP S465/30
        • FITC (Chroma 86013v2): BP S517/30
        • YFP (Chroma 86008v2): BPS550/50
        • YFP (Semrock FF01-550/49-25) : BP 550/49
        • TRITC (Chroma 86013v2): BP S605/40
        • mCherry (Semrock FF01-641/75-25): BP 641/75
        • CY5 (Chroma 86008v2): BP S700/75

NB :
Le système de mise au point automatique PFS de Nikon utilise un LED de 780 +/- 5 nm et un filtre amovible 750 LP.
Cet autofocus coupe les longueurs d’onde > 750 nm et donc ne peut pas être utilisé avec le Cy5.5


Platine et moteur Z
      • Déplacements en XY : platine motorisée
      • Déplacements en Z : Moteur Z
      • Perfect Focus avec LED de 780 nm et avec filtre dans le trajet lumineux LP 750 nm (inadéquat pour le Cy5.5)

NB : En lumière transmise, pour que le PFS fonctionne, il faut insérer 2 filtres IR dans le trajet lumineux: celui du PFS et celui du statif près de la lampe halogène.


Incubation
      • Cabinet-incubateur noir opaque, englobant tout le microscope – pour la luminescence
        • Contrôleur de température Solent Scientific de 32,0°C à 42,0°C
      • Mini-chambre environnementale pour un Pétri de 35 mm seulement
        • Contrôleur de CO2 Solent Scientific pour la mini-chambre
        • Compatible avec la microscopie en lumière transmise et en épifluorescence

Contenants et porte-échantillons compatibles avec la platine (différents encarts)
      • Plaque multi-puits
      • Pétri de 35 mm de diamètre
      • Lame et lamelle

Logiciel
      • NIS Elements de Nikon

Accessoires
      • Micro-manipulateur avec double pipette de Nikon
      • Femtoinjecteur Hamilton ML560

Support technique
      • Monique Vasseur, responsable de la plateforme de microscopie photonique
      • Nicolas Stifani, Coordonnateur Microscopie avancée

Dernière mise à jour : 18 septembre 2018