Microscope confocal à haut débit In Cell Analyzer 6000 de GE

incell

Local : 3129, pav. J.-Armand-Bombardier
Support technique : Nicolas Stifani et Emmanuel Bajon
Mode d’emploi

  • Système confocal à haut débit pour plaques et lames, inversé
  • Imagerie 6D (XYZTC, multipoints) et « Stitching »
  • Caméra sCMOS, 16 bit
  • Mise au point automatique (par IR et algorithme)
  • Lasers, roue de filtres à l’émission
  • Platine motorisée (XY) et Piezo pour le Z
  • Incubateur (20-41°C) opaque à la lumière
Applications
  • Système confocal à haut débit et à haut-contenu pour cellules vivantes ou fixées, avec incubation (température)
  • Débit : 5000 champs de données/heure pour 4 longueurs d’onde/champ/puits (puits d’une plaque de 96 puits)
  • Délai minimum : 70 ms/image (au plus rapide)
  • Imagerie multidimensionnelle (XYZTC et multipoints) pour une plaque multi-puits (6 à 1536 puits) ou pour 4 lames à la fois
  • Mode d’imagerie, champ large ou confocal, interchangeable d’une couleur à l’autre (sauf avec l’objectif 10x)
  • Imagerie cinétique (Timelapse) avec ajout de réactifs à des intervalles allant de 500 ms à 8 heures
  • Fond clair (contraste de phase et DIC par algorithme)
  • Prévisualisation du signal de toute la plaque ou de quelques puits
  • Possibilité de compter les cellules et d’arrêter la capture d’images après qu’un nombre défini de cellules soient imagées
  • Reconstruction mosaïque (Stitching) après importation dans In Cell Investigator
Objectifs
  • 10x/0,45 Plan Apo de Nikon, WD 4.0 mm (mode confocal non disponible pour cet objectif)
  • 20x/0,75 Plan Apo DIC N2 de Nikon, épaisseur de couvre-objet 0,17 mm, WD 1.0 mm
  • 40x/0,60 Plan Fluor, Ph2 ADL ELWD avec une bague correctrice 0-2,0 mm;  WD 3,7-2,7
  • 60x/0,95, Plan Apo de Nikon, avec collier correcteur (ASAC) 0.11-0,23 mm, WD 0,15 mm
Sources lumineuses
  • Lasers pour l’épifluorescence et la microscopie confocale multi-lignes
    (illumination ligne par ligne) :

    • 405nm 100mW (diode laser)
    • 488nm 25mW (diode laser)
    • 561nm 30mW (DPSS laser)
    • 642nm 50mW (diode laser)
  • LED pour la lumière transmise
Détecteurs
  • Caméra sCMOS faible bruit, 16 bit, 2560×2160 pixels de 6,5 µm chacun, 20 fps
    • Refroidie à 5°C, bruit d’intégration (Readout noise) 1,4 e-
    • Détection ligne par ligne (Rolling shutter)
    • Champ visuel à 10x : 2,78 mm2
    • Temps d’exposition minimum : 70 ms
Filtres
  • Miroir polychroïque :
    • Réflexion (pour lasers 405+488+561+640) : BP 309/40 + BP 482/18 + BP 564/9 + BP 640/14
    • Transmission : BP 446/32 + BP 524/42 + BP 600/36 + BP 732/137
  • Roue de filtres à l’émission :
    • DAPI : BP 445/50
    • GFP : BP 525/20
    • DsRed: BP 605/52
    • CY5.0: BP 707/72
    • CY5.5: BP720/60
Précision de la platine et du moteur Z
  • Déplacements en XY : pas de 500 nm (500 nm step)
  • Déplacements en Z : pas de 25 nm (25 nm Z step)
  • Mise au point automatique (HWAF : HardWare laser AutoFocus) avec un laser diode 785 nm de 50 mW
Contenants et porte-échantillon compatibles avec la platine (différents encarts)
  • Plaque multi-puits : 6, 12, 24, 48, 96, 384 et 1536 puits, à fond transparent (idéalement de 0,17 mm pour le 60x et 100x)
  • Lame histologique
  • Lame multi-puits avec fond en lamelle de verre (du style Ibidi)
Logiciel
  • Logiciel d’acquisition In Cell Analyzer de GE Healthcare pour la capture d’images à haut débit et haut-contenu
Accessoires et logiciels pour le traitement des images
  • In Cell Investigator de GE Healthcare pour l’analyse des images (3 niveaux)
    • Niveau 1 : 15 mesures par puits
    • Niveau 2 : > 75 mesures, cellule par cellule
    • Niveau 3 : > 75 mesures, cellule par cellule sur plusieurs canaux/couleurs
  • Spot Fire de GE Healthcare pour transposer les statistiques de plusieurs puits en un graphique
  • In Cell Miner de GE Healthcare pour gérer la base de données par projet, par plaque, par protocole…
  • In Cell 3D Viewer de GE Healthcare
  • Images et données compatibles avec Cell Profiler (logiciel gratuit du NIH www.cellprofiler.org )
Support technique
  • Nicolas Stifani, coordonnateur principal microscopie, Faculté de médecine
  • André Lévesque, responsable des plateformes de microscopie et d’histologie du CIB

Dernière mise à jour : 27 octobre2023