Microscope Nikon Eclipse TE2000E

• Microscopie de cellules vivantes (Live cell) avec température et CO2 à haute résolution (10x à 100x)
• Imagerie multidimensionnelle 6D de longue durée
• Épifluorescence plein champ (lampe métal-halide)
• Luminescence (capture directe sous le microscope), BRET
• Fond clair et contraste de phase (pas de DIC)

• 10x/0,30 Plan Fluor, Ph1 DL; 1,20 mm; WD 15,20 mm
• 20x/0,45 Plan Fluor, Ph1 ADL ELWD avec bague correctrice 2-2,0 mm; WD 7,40 mm
• 40x/0,90 S Fluor; DIC M/N2 avec une bague correctrice 0,11-0,23 mm; WD 0,30 mm
• 40x/0,95 Plan Apo; DIC M/N2 avec une bague correctrice 0,11-0,23 mm; WD 0,14 mm
• 60x/0,70 Plan Fluor, DIC M/N2 ELWD avec bague correctrice 050-1,50 mm; WD 2,1-1,5 mm
• 60x/1,40 Plan Apo, Ph3 DM, 0,17 mm; WD 0,21 mm; immersion à l’huile; compatible avec Perfect Focus et l’épifluorescence
• 60x/1,40 Plan Apo, VC DIC N2, 0,17 mm; WD 0,13 mm; immersion à l’huile
• 100x/1,45 Plan Apo lambda OFN25 DIC N2; 0,17 mm; WD 0,13 mm; immersion à l’huile

Tableau des objectifs

• • X-Cite 120 (lampe métal-halide de 120 watts) pour l’épifluorescence
    • Délai de réchauffement optimal pour quantification : 30 min.
    • Stabilité de l’intensité sur longue durée (s-h) : +/- 1,5%
    • Stabilité de l’intensité courte durée (ms) : pulsation à chaque 3 ms
    • Réglage de l’intensité de la lampe par 5 filtres de densité neutre
  • Lampe halogène pour la lumière transmise

• Caméra EMCCD: ImagEMx2 d’Hamamatsu
  • Back illuminated, 92% QE @ 580 nm; Détection > 10 photons/pixel
  • 512×512; 16 µm;  70 fps (full chip) à 1076 fps avec ROI ou binning; On-chip binning : 2, 4
  • Temps d’exposition minimum : 14 ms; Temps d’exposition maximum : 7200 s
  •  16 bits; 11 et 22 MHz; Full well capacity : 370 000 e-
  •  EM gain : de 4x à 1200x;
  •  Refroidie à -65^oC, bruit d’intégration (Readout noise) < 1 e- rms au gain maximum de 1200x
  •  Sonnerie d’alarme Anti-blast pour avertir que la caméra reçoit trop de lumière (si cela arrive trop souvent, le gain de la caméra va en souffrir). Ainsi aussitôt que l’alarme sonne, dans MetaMorph, appuyer sur F2 ou Stop Live.

• Caméra sCMOS de 2^e génération : Orca-Flash4.0 V2 USB 3.0 de Hamamatsu
  • 72% QE @ 580 nm; Détection > 6 photons/pixel
  • 2048×2048, 6,5 µm, 30 fps (full chip) à 25 655 fps; Digital binning : 2,4
  • Temps d’exposition minimum : 1 ms; Temps d’exposition maximum : 10 s
  • 16 bits
  • Bruit d’intégration (Readout noise) de 1,9 e-rms
  • NB : De préférence, choisir le digitaliseur en mode haute précision plutôt que haute vitesse

Sur demande (non installées) :

• Possibilité d’ajouter une caméra sur la sortie frontale et une autre sur la sortie sous le microscope
• Caméra CCD 16 bit, faible bruit, Pixis 1024B de Princeton : 1024×1024 pixels de 13 µm chacun; 0,1 fps
  • Optimisée pour la luminescence
  • Temps d’exposition minimum : 600 ms
  • Temps d’intégration minimum : 10 secondes ( ~ délai avant de voir une image à l’écran)
  • Refroidie à -70^oC, bruit d’intégration (Readout noise) de 3,6 e- @ 0,10 MHz   et 9 e- @ 2 MHz

• • • Cubes de filtres (tourelle motorisée à 6 positions) :
      • DAPI (Chroma 31000v2): BP AT350/50x   BS 400dclp  BP D460/50m
      • CFP (Chroma 49001 ET): BP ET436/20x   BS T455lp   BP ET480/40m
      • GFP (Chroma): BP ET480/40x  BS Q505lp    BP ET535/50m
      • YFP (Chroma 49003 ET): BP ET500/20x   BS T515lp  BP ET535/30m
      • 0 (Chroma SP102v1): BP HQ546/11x   BS Q557lp  BP HQ567/15m
      • 5 (Chroma SP103v2): BP HQ581/10x   BS Q593lp  BP HQ617/40m
      • mCherry (Chroma 49008 ET): BP ET560/40x   BS T585lpxr   BP ET630/75m
      • 0 (Chroma 49006 ET): BP ET620/60x   BS T660lpxr   BP ET700/75m
      • 5 (Chroma 41022): BP HQ665/45x   BS Q695lp   BP HQ725/50m

• • • Cubes de miroirs polychroïques (à utiliser avec les roues de filtres):
      • DAPI/FITC/TRITC : Réflexion : SP 410 + BP 433/10 + BP 484/32 + BP 557/30
        Transmission : BP 419/18 + BP 453/30 + BP 521/42 + BP 611/78
      • CFP/YFP/CY5: : Réflexion : BP 433/33 + BP 506/32 + BP 620/53
        Transmission : BP 469/42 + BP 558/72 + LP 647
      • CFP/YFP/mCherry: : Réflexion : SP 453 + BP 500/33 + BP 576/37 + LP 668
        Transmission : BP 469/31 + BP 538/41 + BP 633/73

• • • Roue de filtres à l’excitation (8 positions de 32 mm) :
      • DAPI (Chroma) : BP AT350/50x
      • CFP (Chroma) : BP ET430/24x
      • FITC (Chroma): BP ET485/20x
      • YFP (Semrock FF01-500/24-32): BP 500/24
      • TRITC (Chroma): BP ET555/25x
      • mCherry (Chroma): BP ET572/35x
      • CY5 (Chroma 86008v2): BP S622/36

• • • Roue de filtres à l’émission (10 positions de 25 mm) :
      • DAPI (Chroma) : BP ET455/50m
      • CFP (Chroma) : BP ET470/24m
      • FITC (Chroma): BP ET520/40m
      • YFP (Chroma 86008v2): BPS550/50
      • YFP (Semrock FF01-550/49-25) : BP 550/49
      • TRITC (Chroma): BP ET605/30m
      • mCherry ((Chroma): BP ET642/80m
      • CY5 (Chroma 86008v2): BP S700/75

NB :
Le système de mise au point automatique PFS de Nikon utilise un LED de 780 +/- 5 nm et un filtre amovible 750 LP.
Cet autofocus coupe les longueurs d’onde > 750 nm et donc ne peut pas être utilisé avec le Cy5.5

• • • Déplacements en XY : platine motorisée
    • Déplacements en Z : Moteur Z
    • Perfect Focus avec LED de 780 nm et avec filtre dans le trajet lumineux LP 750 nm (inadéquat pour le Cy5.5)

NB : En lumière transmise, pour que le PFS fonctionne, il faut insérer 2 filtres IR dans le trajet lumineux: celui du PFS et celui du statif près de la lampe halogène.

• • • Cabinet-incubateur noir opaque, englobant tout le microscope – pour la luminescence
      • Contrôleur de température Solent Scientific de 32,0°C à 42,0°C
    • Mini-chambre environnementale pour un Pétri de 35 mm seulement
      • Contrôleur de CO2 Solent Scientific pour la mini-chambre
      • Compatible avec la microscopie en lumière transmise et en épifluorescence

• • • Plaque multi-puits
    • Pétri de 35 mm de diamètre
    • Lame et lamelle

• • • NIS Elements de Nikon

• • • Nicolas Stifani, coordonnateur principal microscopie, Faculté de médecine
    • André Lévesque, responsable des plateformes de microscopie et d’histologie du CIB